【试剂与器材】
（一）试剂
1． 0.1mol/L NaOH ，每组200mL
2． 寡聚Oligo（dT）-纤维素
3． 加样/洗涤缓冲液1：0.5 mol/L NaCl, 20 m mol/L Tris-HCl(pH 7.6)，每组250mL
或0.5mol/L NaCl, 20mmol/L Tris-HCl(pH7.6), 1mmol/L EDTA(pH8.0), 0.1% SDS。
4． 洗涤缓冲液2：0.1 mol/L NaCl, 20 m mol/L Tris-HCl(pH 7.6)，每组250mL或10mmol/L Tris-HCl (pH7.6), 1mmol/L EDTA (pH8.0), 0.05% SDS。
配制时可先配制Tris-HCl(pH 7.6)、NaCl、EDTA（pH 8.0）的母液，经高压消毒后按各成分确切含量，经混合后再高压消毒，冷却至65℃时，加入经65℃温育（30min）的10%SDS至终浓度。
5． 5 mol/L NaCl，每组10mL
6． 3 mol/L NaAc pH5.2，每组10mL
7． 无RNase双蒸水(DEPC水)，每组100mL
8． 70%乙醇，每组10mL
注意：溶液5，6的配制都应该加0.1% DEPC处理过夜，溶液1，3，4，8则用经0.1%
DEPC处理过的无RNase双蒸水配制，Tris应选用无RNase的级别。溶液配制后，最好能够按一次实验所需的分量分装成多瓶（如10ml或50ml/瓶）保存，每次实验只用一份，避免多次操作造成对溶液的污染。
（二）器材
1． 恒温水浴箱
2． 冷冻高速离心机
3． 紫外分光光度计
4． 巴斯德吸管
5． 玻璃棉
6． 5ml一次性注射器
【操作方法】
（一） oligo(dT)纤维素的预处理
1． 用0.1mol/L NaOH悬浮0.5-1.0g oligo(dT)纤维素。
2． 将悬浮液装入填有经DEPC水处理并经高压灭菌的玻璃棉的巴斯德吸管中，柱床体积为0.5-1.0mL，用3倍柱床体积的无RNase的灭菌双蒸水冲洗oligo(dT)纤维素。
3． 用3-5倍柱床洗涤缓冲液I冲洗oligo(dT)纤维素，直到流出液的pH值小于8.0。
4． 将处理好的oligo(dT)纤维素从巴斯德吸管倒出，用适当的柱床洗涤缓冲液I悬浮，浓度约为0.1g/mL，保存在4℃待用。
（二） 总RNA浓度的调整
1． 把实验一所提的总RNA转到适合的离心管中，如果总RNA的浓度大于0.55mg/mL，则用无RNase的双蒸水稀释至0.55mg/mL，总RNA的浓度对除去rRNA是很重要的。把RNA溶液置于65℃水浴加热5 分钟，然后迅速插在冰上冷却。
2． 加入1/10体积5 mol/L NaCl使RNA溶液中盐的浓度调至0.5 mol/L。
（三） mRNA的分离
1． mRNA与Oligo(dT)-纤维素结合：用移液器重新悬浮oligo(dT)-纤维素，按下表取适量的oligo(dT)-纤维素到RNA样品中，盖上盖子，颠倒数次将oligo(dT)-纤维素与RNA混匀。于37℃水浴保温并温和摇荡15分钟。
2．
转移：取1个5ml的一次性注射器，取适量经过高温灭菌的玻璃棉塞紧前端，并把它固定在无RNase的支架上，再把oligo(dT)-纤维素/RNA悬浮液转移到注射器，推进塞子直至底部，把含有未结合上的RNA液体排到无RNase的离心管中（保留至确定获得足够的mRNA）。
3． 洗涤：根据上表直接用注射器慢慢吸取适量的洗涤缓冲液1，温和振荡，充分重新悬浮mRNA-oligo(dT)-纤维素，推进塞子，用无RNase的离心管收集洗出液。测定每一管的OD260，当洗出液中OD为0时准备洗脱。
4． 洗脱：根据上表直接用注射器慢慢吸取适量（2-3倍柱床体积）的洗脱缓冲液2或无RNase双蒸水到注射器内充分重悬mRNA-oligo(dT)-纤维素，推进塞子以1/3至1/2柱床体积分管收集洗脱液。
5． 测定每一管的OD260，合并含有RNA的洗脱液组分于4℃，2500g，离心2-3分钟，上清转移至新的离心管中，去掉残余的oligo(dT)-纤维素。
6． 沉淀：洗脱液中加入1/10体积的3mol/L NaAc （pH5.2）, 再加入2.5倍体积的冰冷乙醇，混匀后，-20℃30分钟或放置过夜。
7． 离心收集：12000g, 4℃离心15分钟，小心弃去上清，mRNA沉淀此时往往看不见，用70%乙醇漂洗沉淀，12000g,
4℃离心5
分钟，小心弃去上清液，沉淀空气干燥10分钟，或真空干燥10分钟。将mRNA沉淀溶于适当体积的无RNase的双蒸水，立即用于cDNA合成（或保存在70%乙醇中并贮存于-70℃）。
8． 定量：测定OD260和OD280，计算产率以及OD260/OD280的比率（同上一实验）。
【注意事项与提示】
1． 整个操作过程必须严格遵守无RNase操作环境规则。
2． 提取的总RNA必须完整，不能被降解，这是mRNA质量的先决条件。
3． 总RNA与Oligo(dT)-纤维素的比例要适当，过量的总RNA，容易造成mRNA不纯。
4． RNA溶液与Oligo(dT)-纤维素结合前必须置于65℃加热5
分钟，这一步很重要，其作用（1）破坏mRNA的二级结构，特别是poly(A+)尾处的二级结构，使poly(A+)尾充分暴露，提高poly(A+)RNA回收率；（2）解离mRNA与rRNA的结合。加热后应立即插入冰上，以免由于温度的缓慢下降使mRNA又恢复其二级结构。
5． 应注意mRNA不能被DNA污染，即使是1 ppm DNA污染，也可严重影响实验结果。
6．
mRNA制备后，可用变性琼脂糖凝胶电泳捡测其完整性和有无DNA污染。提取的mRNA应该在0.5~8.0kb之间呈现弥散状，无明显区带，但大部分的mRNA应在1-2.0kb范围内。一般来说，经过一次纯化分离的mRNA还会有微量的rRNA残留，但一般来说不会对后续实验造成很大的影响，如果样品充足，可将经过一次纯化分离的mRNA再纯化一次，进一步提高其纯度。
7． 为防止mRNA降解，应避免多次冻融，可将mRNA少量分装后保存。另外，如果有低温冰箱,最好在 -70℃～ -80℃保存。 也可将mRNA在70%乙醇中-70℃保存一年以上。
8． 寡聚(dT)纤维素柱用后可用0.3mol/l NaOH洗净，然后用层析柱加样缓冲液平衡，并加入0.02%叠氮钠（NaN3)冰箱保存，重复使用。每次用前需用NaOH、灭菌 ddH2O、层析柱加样缓冲液依次淋洗柱床。
9． 一般而言，107哺乳动物培养细胞能提取1-5μg Poly(A+)RNA，约相当于上柱总RNA量的1%-2%。
【实验安排】
1． 第一天：试剂的配制和所用一次性塑料制品和玻璃器皿的去RNase处理（0.1%DEPC浸泡或高温干烤）。
2． 第二天：进行（一）、（二）和（三）1-6。
3． 第三天：进行（三）7和变性琼脂糖凝胶电泳捡测mRNA。
4． 为了避免由于保存时间过长造成的RNA降解，最好能将总RNA提取、mRNA的分离纯化、RT-PCR和cDNA文库构建实验安排在连续的时间内进行。
其他：
引物的设计一般遵循的原则：
1）典型的引物20-24个核苷长。引物需要足够长，保证序列独特性，并降低序列存在于非目的序列位点的可能性。但是太长的引物可能会与错误配对序列杂交降低了特异性，同时因为 比短序列杂交慢，从而降低了产量。
2）设计5’端和中间区为G或C，且GC含量为50％~60％的引物，以增加引物的稳定性及其与目的序列杂交的稳定性。
3）3’末端尽量不要富含GC。设计引物时保证在最后5个核苷中含有3个A或T。但因为3’端核苷需要同模板退火以供聚合酶催化延伸，为了避免3’末端的错误配对，所以末端尽量避免为核苷A。
4）在引物对3’末端尽量避免互补序列以免形成引物二聚体，抑制扩增。如果引物序列可能产生内部二级结构会破坏引物退火稳定性，也要尽量避免。
此外，目的序列上并不存在的附加序列，如限制位点和启动子序列，可以加入到引物5’端而不影响特异性。
有时候，仅有有限的序列信息可供用于引物设计。比如，如果仅知道氨基酸序列，可以设计简并引物，同时使用较高的引物浓度（1μM到3μM），因为许多简并混合物中的引物不是特异性针对目的模板。
为了增加特异性，可以参考密码子使用表，根据不同生物的碱基使用偏好，减少简并性。次黄嘌呤可以同所有的碱基配对，降低引物的退火温度。不要在引物的3’端使用简并碱基，因为3’端最后3个碱基的退火足以在错误位点起始PCR。
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