单细胞交响乐25-实战八 Smart-seq2 胰腺细胞

作者: 刘小泽 | 来源:发表于2020-07-20 22:54 被阅读0次

刘小泽写于2020.7.20
为何取名叫“交响乐”？因为单细胞分析就像一个大乐团，需要各个流程的协同配合
单细胞交响乐1-常用的数据结构SingleCellExperiment
单细胞交响乐2-scRNAseq从实验到下游简介
 单细胞交响乐3-细胞质控
 单细胞交响乐4-归一化
 单细胞交响乐5-挑选高变化基因
 单细胞交响乐6-降维
 单细胞交响乐7-聚类分群
 单细胞交响乐8-marker基因检测
 单细胞交响乐9-细胞类型注释
 单细胞交响乐9-细胞类型注释
 单细胞交响乐10-数据集整合后的批次矫正
 单细胞交响乐11-多样本间差异分析
 单细胞交响乐12-检测Doublet
单细胞交响乐13-细胞周期推断
 单细胞交响乐14-细胞轨迹推断
 单细胞交响乐15-scRNA与蛋白丰度信息结合
 单细胞交响乐16-处理大型数据
 单细胞交响乐17-不同单细胞R包的数据格式相互转换
 单细胞交响乐18-实战一 Smart-seq2
单细胞交响乐19-实战二 STRT-Seq
单细胞交响乐20-实战三 10X 未过滤的PBMC数据
 单细胞交响乐21-实战三批量处理并整合多个10X PBMC数据
 单细胞交响乐22-实战五 CEL-seq2
单细胞交响乐23-实战六 CEL-seq
单细胞交响乐24-实战七 SMARTer

1 前言

前面的种种都是作为知识储备，但是不实战还是记不住前面的知识
这是第八个实战练习

这是也是来自多个供体的人类胰腺细胞，使用Smart-seq2建库技术，数据来自Segerstolpe et al. (2016)

数据准备

library(scRNAseq)
sce.seger <- SegerstolpePancreasData()
sce.seger
# class: SingleCellExperiment 
# dim: 26179 3514 
# metadata(0):
#   assays(1): counts
# rownames(26179): SGIP1 AZIN2 ... BIVM-ERCC5 eGFP
# rowData names(2): symbol refseq
# colnames(3514): HP1502401_N13 HP1502401_D14 ...
# HP1526901T2D_O11 HP1526901T2D_A8
# colData names(8): Source Name individual ... age
# body mass index
# reducedDimNames(0):
#   altExpNames(1): ERCC

看到3500多个细胞，包含ERCC，使用Symbol ID

看下样本信息：

ID转换

选择的方式是：将没有匹配的NA去掉，并且去掉重复的行

# 首先得到symbol ID和对应的Ensembl ID（其中会存在无对应的NA情况）
library(AnnotationHub)
edb <- AnnotationHub()[["AH73881"]]
symbols <- rowData(sce.seger)$symbol
ens.id <- mapIds(edb, keys=symbols, keytype="SYMBOL", column="GENEID")

# 之前见到的方法是：
# keep <- !is.na(gene.ids) & !duplicated(gene.ids)

# 这里使用了另一种方法（不是直接将NA去掉，而且替换成了symbol）
ens.id <- ifelse(is.na(ens.id), symbols, ens.id)
keep <- !duplicated(ens.id)

sce.seger <- sce.seger[keep,]
rownames(sce.seger) <- ens.id[keep]

小结一下：至此见到了三种ID转换的方式，根据最后保留的基因数量，可以排个序：

保留基因最多（保留了NA和重复）：uniquifyFeatureNames
中等（保留了NA，去掉重复）：ifelse(is.na(ens.id), symbols, ens.id)
最少（去掉了NA以及重复）：!is.na(gene.ids) & !duplicated(gene.ids)

编辑样本信息

之前有8列样本的信息，有点冗余了。这里只保留3列关心的，并重新命名

emtab.meta <- colData(sce.seger)[,c("cell type", 
    "individual", "single cell well quality")]
colnames(emtab.meta) <- c("CellType", "Donor", "Quality")
colData(sce.seger) <- emtab.meta

另外把细胞类型这一列中的“cell”字符去掉，并把首字母大写

sce.seger$CellType <- gsub(" cell", "", sce.seger$CellType)
sce.seger$CellType <- paste0(
    toupper(substr(sce.seger$CellType, 1, 1)),
    substring(sce.seger$CellType, 2))

2 质控

依然是备份一下，把unfiltered数据主要用在质控的探索上

unfiltered <- sce.seger

之前作者在数据中已经标注了细胞质量，可以看到有问题的细胞还是很多的：

table(sce.seger$Quality)
# 
# control, 2-cell well  control, empty well     low quality cell                   OK 
# 32                   96                 1177                 2209

因此就要注意了，这里的数据会不会满足“大部分细胞都是高质量的”这个假设？

还是需要试一下，看看结果先

library(scater)
stats <- perCellQCMetrics(sce.seger)
qc1 <- quickPerCellQC(stats, percent_subsets="altexps_ERCC_percent",
                     batch=sce.seger$Donor)


colData(unfiltered) <- cbind(colData(unfiltered), stats)
unfiltered$discard <- qc1$discard

gridExtra::grid.arrange(
  plotColData(unfiltered, x="Donor", y="sum", colour_by="discard") +
    scale_y_log10() + ggtitle("Total count") +
    theme(axis.text.x = element_text(angle = 90)),
  plotColData(unfiltered, x="Donor", y="detected", colour_by="discard") +
    scale_y_log10() + ggtitle("Detected features") +
    theme(axis.text.x = element_text(angle = 90)),
  plotColData(unfiltered, x="Donor", y="altexps_ERCC_percent",
              colour_by="discard") + ggtitle("ERCC percent") +
    theme(axis.text.x = element_text(angle = 90)),
  ncol=3
)

看到HP1509101在过滤时存在过滤不完全的情况，HP1504901过滤的ERCC数量太多，推测这两个批次效果可能并不是很好，可能存在大量的低质量细胞

因此，再次指定subset 参数，重新画图

library(scater)
stats <- perCellQCMetrics(sce.seger)
qc <- quickPerCellQC(stats, percent_subsets="altexps_ERCC_percent",
    batch=sce.seger$Donor,
    subset=!sce.seger$Donor %in% c("HP1504901", "HP1509101"))

看看过滤掉多少

colSums(as.matrix(qc))
##              low_lib_size            low_n_features high_altexps_ERCC_percent 
##                       788                      1056                      1031 
##                   discard 
##                      1246

最后将qc过滤的与本来标注低质量的一同过滤

low.qual <- sce.seger$Quality == "low quality cell"
sce.seger <- sce.seger[,!(qc$discard | low.qual)]

# 过滤了大概1500个细胞
> dim(unfiltered);dim(sce.seger)
[1] 26179  3514
[1] 26179  2090

3 归一化

此处会有一点小问题，值得注意！

本来有ERCC，操作应该是：

library(scran)
sce.seger  = computeSpikeFactors(sce.seger, "ERCC")
sce.seger <- logNormCounts(sce.seger) 
# Error in .local(x, ...) : size factors should be positive

但由于存在几个细胞中一个ERCC都没有，所以会报错
此时面临两个选择：要么把这几个细胞去掉；要么就不借助ERCC，用另一种去卷积方法

> table(colSums(counts(altExp(sce.seger)))==0)

FALSE  TRUE 
 2087     3

如果要去掉这几个细胞：

test=sce.seger[,!colSums(counts(altExp(sce.seger)))==0]
sce.test = computeSpikeFactors(test, "ERCC")
sce.test <- logNormCounts(test)

我们这里选择保守的方法，不去掉细胞，使用另一种去卷积方法：

clusters <- quickCluster(sce.seger)
sce.seger <- computeSumFactors(sce.seger, clusters=clusters)
sce.seger <- logNormCounts(sce.seger) 

summary(sizeFactors(sce.seger))
# Min. 1st Qu.  Median    Mean 3rd Qu.    Max. 
# 0.0000  0.1832  0.4016  1.0000  1.0996 12.9607

4 找高变异基因

下面构建模型想使用modelGeneVarWithSpikes，于是首先应该把那几个没有ERCC的细胞去掉；另外由于AZ这个批次相对其他批次的细胞数量过于少，因此在模型构建中也把它去掉吧

for.hvg <- sce.seger[,librarySizeFactors(altExp(sce.seger)) > 0
    & sce.seger$Donor!="AZ"]
dec.seger <- modelGeneVarWithSpikes(for.hvg, "ERCC", block=for.hvg$Donor)
chosen.hvgs <- getTopHVGs(dec.seger, n=2000)

如果要批量作图检查的话

# 批次数量较多，因此设置多行多列显示
par(mfrow=c(3,3))
blocked.stats <- dec.seger$per.block
for (i in colnames(blocked.stats)) {
    current <- blocked.stats[[i]]
    plot(current$mean, current$total, main=i, pch=16, cex=0.5,
        xlab="Mean of log-expression", ylab="Variance of log-expression")
    curfit <- metadata(current)
    points(curfit$mean, curfit$var, col="red", pch=16)
    curve(curfit$trend(x), col='dodgerblue', add=TRUE, lwd=2)
}

注意，这里在找完HVGs后，没有进行批次矫正，如果继续向下做，会发现什么？

5 降维聚类

降维

library(BiocSingular)
set.seed(101011001)
sce.seger <- runPCA(sce.seger, subset_row=chosen.hvgs, ncomponents=25)
sce.seger <- runTSNE(sce.seger, dimred="PCA")

聚类

snn.gr <- buildSNNGraph(sce.seger, use.dimred="PCA")
colLabels(sce.seger) <- factor(igraph::cluster_walktrap(snn.gr)$membership)

检查聚类分群与批次

tab <- table(Cluster=colLabels(sce.seger), Donor=sce.seger$Donor)
library(pheatmap)
pheatmap(log10(tab+10), color=viridis::viridis(100))

结果真的是：批次效应影响了分群，因此最好还是做一遍fastMNN操作

tSNE图中也是显示出了强烈的批次效应

gridExtra::grid.arrange(
    plotTSNE(sce.seger, colour_by="label"),
    plotTSNE(sce.seger, colour_by="Donor"),
    ncol=2
)

6 补充矫正批次效应

上图看到很明显的批次效应，那么如果处理后，会有什么不同吗？

利用fastMNN矫正

library(batchelor)
set.seed(1001010)
merged.seger <- fastMNN(sce.seger, subset.row=chosen.hvgs, 
                         batch=sce.seger$Donor)
merged.seger
# class: SingleCellExperiment 
# dim: 2000 2090 
# metadata(2): merge.info pca.info
# assays(1): reconstructed
# rownames(2000): GCG TTR ... MAP6 LCP1
# rowData names(1): rotation
# colnames(2090): HP1502401_H13 HP1502401_J14 ...
# HP1526901T2D_N8 HP1526901T2D_A8
# colData names(2): batch label
# reducedDimNames(2): corrected TSNE
# altExpNames(0):

# metadata(merged.seger)$merge.info$lost.var
# lost.var ：值越大表示丢失的真实生物异质性越多

因为fastMNN会包含PCA降维，所以下面继续进行tSNE即可

降维聚类

library(BiocSingular)
set.seed(101011001)
merged.seger <- runTSNE(merged.seger, dimred="corrected")

snn.gr <- buildSNNGraph(merged.seger, use.dimred="corrected")
colLabels(merged.seger) <- factor(igraph::cluster_walktrap(snn.gr)$membership)

再次作图，是不是明显比之前好很多？

gridExtra::grid.arrange(
  plotTSNE(merged.seger, colour_by="label"),
  plotTSNE(merged.seger, colour_by="batch"),
  ncol=2
)

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